logo

Agar BPLS do izolacji Salmonella USP

Opakowanie - 500 g

Selektywny agar do izolacji Salmonelli z wyjątkiem S. typhosa i Shigella z materiału patologicznego, kału, moczu, żywności, materiałów farmaceutycznych itp. Ta pożywka hodowlana jest zgodna z zaleceniami USP XXIII (1995) i EP II.

Zasada działania

Wzrost salmonelli przyczynia się do bogatej bazy odżywczej. Wzrost powiązanych mikroorganizmów jest utrudniony przez zwiększone stężenie brylantowej zieleni. Salmonella nie fermentuje ani sacharozy, ani laktozy. Obecność tych cukrów umożliwia identyfikację drobnoustrojów słabo dodatnich pod względem laktozy lub ujemnych pod względem laktozy, ale dodatnich pod względem sacharozy.

Skład (g / l)

Pepton mięsny 5.0; pepton kazeinowy 5,0; ekstrakt drożdżowy 3.0; chlorek sodu 5,0; laktoza 10,0; sacharoza 10; czerwień fenolowa 0,08; brylantowy zielony 0,0125; agar-agar 13,0.

Gotowanie

Rozpuść 51 g medium w 1 litrze wody destylowanej, pozwól medium pęcznieć przez 20-30 minut. Autoklawować przez 15 minut w temperaturze 121 ° C, wlać do filiżanek. Medium jest przezroczyste, czerwono-brązowe.


pH 6,9 ± 0,2 w 25 ° C

Analiza

Kubki zaszczepia się bezpośrednio badanym materiałem lub po akumulacyjnej hodowli. Testy należy wykonywać na pożywkach o minimalnej liczbie inhibitorów.

Inkubować przez 24 godziny w temperaturze 35 ° C w warunkach tlenowych.

Agar laktozowo-sacharozowy z błyszczącą zielenią i czerwienią fenolową -

Agar BPLS do izolacji Salmonella USP

Opakowanie - 500 g

Selektywny agar do izolacji Salmonelli z wyjątkiem S. typhosa i Shigella z materiału patologicznego, kału, moczu, żywności, materiałów farmaceutycznych itp. Ta pożywka hodowlana jest zgodna z zaleceniami USP XXIII (1995) i EP II.

Zasada działania

Wzrost salmonelli przyczynia się do bogatej bazy odżywczej. Wzrost powiązanych mikroorganizmów jest utrudniony przez zwiększone stężenie brylantowej zieleni. Salmonella nie fermentuje ani sacharozy, ani laktozy. Obecność tych cukrów umożliwia identyfikację drobnoustrojów słabo dodatnich pod względem laktozy lub ujemnych pod względem laktozy, ale dodatnich pod względem sacharozy.

Skład (g / l)

Pepton mięsny 5.0; pepton kazeinowy 5,0; ekstrakt drożdżowy 3.0; chlorek sodu 5,0; laktoza 10,0; sacharoza 10; czerwień fenolowa 0,08; brylantowy zielony 0,0125; agar-agar 13,0.

Gotowanie

Rozpuść 51 g medium w 1 litrze wody destylowanej, pozwól medium pęcznieć przez 20-30 minut. Autoklawować przez 15 minut w temperaturze 121 ° C, wlać do filiżanek. Medium jest przezroczyste, czerwono-brązowe.


pH 6,9 ± 0,2 w 25 ° C

Analiza

Kubki zaszczepia się bezpośrednio badanym materiałem lub po akumulacyjnej hodowli. Testy należy wykonywać na pożywkach o minimalnej liczbie inhibitorów.

http://www.lab-biomed.ru/107232

labprep.ru

Nowoczesne podejście do dystrybucji produktów medycznych

Środa Ressel-RM Obolensk

Pożywka do podstawowej identyfikacji enterobakterii na podstawie fermentacji laktozy i glukozy, sucha

Opis

Środa Ressel-RM Obolensk - Cena za opakowanie 0,25 kg

Środa Ressel-GRM Obolensk - gęsta, różnicowa pożywka diagnostyczna wykorzystywana do identyfikacji drobnoustrojów grupy jelitowej. Środa Russell może być przygotowywana na dowolnych podstawach: prezerwatywy mięsne lub kazeinowe według Hottingera (odpowiednio 5-6 lub 4-5 razy rozwiedzione), autolizat drożdży (filtrowany i rozcieńczony 2-krotnie), pepton otwarty, itp. Do stopienia i schłodzenia do 50 —60 ° 1% agaru przygotowanego na bazie odżywczej, dodać 4% wskaźnika do Andrade, ustawić pH = 7,3-7,4, a następnie dodać 1% laktozy i 0,1% glukozy. Gotowe środowisko Russell jest przezroczyste i ma lekko żółty kolor. Pożywkę wlewa się do probówek 10-15 ml i sterylizuje przez autoklawowanie w temperaturze t ° 112 ° przez 20 minut. lub płynąca para przez 2-3 dni przez 30 minut, po czym pozostawia się je do zestalenia tak, że dolna część pozostaje kolumną, a górna część jest ścięta.

Siew na podłożu Medium Ressel-GRM odbywa się za pomocą głębokiego zastrzyku w kolumnę i rassevian na powierzchni przechyłej części. Rośliny umieszcza się w termostacie w temperaturze 37 ° C, a następnego dnia uwzględnia wyniki. Wraz ze wzrostem bakterii, które fermentują glukozę (czynniki powodujące czerwonkę i infekcje tyfusowo-paratyfusowe), średnie zaczerwienienie występuje tylko w głębi strzału. Tworzenie się gazu jest rejestrowane przez pęcherzyki, które gromadzą się we wnętrzu medium, co w przypadku intensywnego tworzenia gazu prowadzi do pęknięcia kolumny. Wraz ze wzrostem bakterii, fermentujących laktozę (E. coli), występuje ostre zaczerwienienie środowiska jako kłucia i uderzenia na pochyłej powierzchni.

Istnieją różne modyfikacje pożywki Russella, w których glukoza i laktoza są zastąpione odpowiednio mannitolem i sacharozą lub przygotowuje się pożywkę laktoza-sacharoza-mannitol; w niektórych przypadkach do medium dodaje się chlorek ołowiu, aby rejestrować powstawanie siarkowodoru. Jako wskaźnik można również stosować błękit bromotymolowy, kwas roseolowy, czerwień fenolową i 0,1% roztwór alkoholu (1,6%) purpury bromokrezolowej. Czasami używa się suchego medium, takiego jak medium Russella, a także medium Ressel-GDM, składającego się z suchych mediów Giss.

Środa Ressel-RM Obolensk

Środa Ressel-GRM Obolensk przeznaczony do pierwotnej identyfikacji enterobakterii na podstawie fermentacji laktozy i glukozy.

Jest to delikatny, higroskopijny, światłoczuły proszek o jasnożółtym kolorze.

Mączka rybna hydrolizowana trzustką, chlorek sodu, glukoza, laktoza, błękit bromotymolowy, agar.

Preparat w ilości niezbędnej do przygotowania określonej serii pożywki miesza się w 1 litrze wody destylowanej, gotuje przez 2 minuty, aż agar zostanie całkowicie stopiony, przefiltrowany przez filtr bawełniano-gazowy, wlany do 6-8 ml sterylnych probówek i wysterylizowany w autoklawie przez
20 minut w temperaturze 112 ° C Środa w probówkach kosi, pozostawiając kolumnę o wysokości 15-20 mm.

Przygotowane medium jest zielone.

Sterylne podłoże może być używane przez 3 tygodnie pod warunkiem, że jest przechowywane w temperaturze
2-8 C lub w ciągu 3 dni w temperaturze przechowywania 18-25 ° C (probówki należy przechowywać w ciemnym miejscu).

Środek Ressel-GRM zawiera węglowodany, które rozkładając się wraz z tworzeniem się kwasu powodują zmianę barwy wskaźnika błękit bromotymolowy z zielonego na żółty. Po alkalizacji wskaźnik daje niebieskie zabarwienie.

Próbki badawcze przeprowadza się zgodnie z odpowiednimi wytycznymi i GOST.

Hodowlę pętli bakteriologicznej inokuluje się w probówce podłożem nakłuwającym. Inkubować w temperaturze (37 ± 1) ° C przez 18-20 godzin.

http://shop.labprep.ru/product/%D1%81%D1%800D0%B5%D0%B4%D0%B0-%D1%800D0%B5%D1%81%D1%81 D0% B5% D0% BB% D1% 8F-% D0% B3% D1% 80% D0% BC-% D0% BE% D0% B1% D0% BE% D0% BB% D0% B5% D0% BD% D1% 81% D0% BA /

Nośniki identyfikacyjne dla urządzeń wibracyjnych

Środowisko laktoza-sacharoza:

Przygotuj następujący przepis:

1) pepton - 5 g (0,5%)

2) chlorek sodu - 5 g (0,5%)

3) laktoza - 10 g (1%)

4) sacharoza - 1 g (0,1%)

5) agar-agar * - 10 g (1%)

6) wskaźnik Andrea - 40 ml (4%)

7) woda destylowana - 1 l

Pepton, chlorek sodu, agar - agar dodaje się do zimnej wody. Mieszaninę ogrzewa się aż do całkowitego stopienia agaru-agaru, po czym dodaje się laktozę i sacharozę, a mieszaninę gotuje się przez kolejne 5 minut. Mieszaninę alkalizuje się 20% roztworem wodorotlenku sodu do pH 7,4 - 7,6, dodaje się wskaźnik Andreda. Następnie pożywkę filtruje się przez filtr z bawełny i gazy i wlewa do sterylnych probówek 5-7 ml i sterylizuje pod ciśnieniem 0,5 atm. (110 0) 20 minut. Przygotowane podłoże jest koszone tak, aby uzyskać kolumnę i pong (zgodnie z rodzajem żywicy). Środa jest lekka.

Środa Ressel: przygotowany jako podłoże z laktozą-sacharozą, ale zamiast sacharozy weź glukozę w tej samej ilości.

Środy Gissa:

Przygotuj następujący przepis:

1) pepton - 10 g (1%)

2) chlorek sodu - 5 g (0,5%)

3) węglowodany - 5-10 g (0,5 - 1%)

4) woda destylowana - 1 l

5) Wskaźnik Andrade - 10 ml (1%)

6) lub 1,6% alkoholowego roztworu błękitu bromowo-tymolowego - 1 ml (0,1%)

7) lub 0,4% roztworu błękitu bromotymolowego - 1 ml (0,1%)

Do 1% wody peptonowej (pH 7,2-7,4) bez azotanu potasu (azotanu) z 0,5% chlorkiem sodu dodać 1% wskaźnika Andreda (lub 1 ml 1,6% roztworu alkoholu bromotymolowego lub 1 ml 0, 4% roztwór błękitu bromowo-tymolowego Pożywkę wlewa się do probówek z pływakiem i sterylizuje w 0,5 atm (110 0) przez 20 minut lub 3 dni z rzędu w tym samym czasie z płynącą parą przez 30 minut.

Środa Hugh Leifson:

Przygotuj następujący przepis:

1) agar - agar * - 3 g (0,3%)

2) pepton - 2 g (0,2%)

3) chlorek sodu - 5 g (0,5%)

4) dwuzasadowy fosforan potasu - 0,3 g (0,03%)

5) glukoza - 10 g (1%)

6) Błękit bromotymolowy - 0,03 g (0,003%)

7) woda destylowana - 1 l

Pepton, chlorek sodu, agar - agar dodaje się do zimnej wody. Mieszaninę ogrzewa się do całkowitego stopienia agaru, a następnie dodaje się fosforan potasu i glukozę, a mieszaninę gotuje się przez kolejne 5 minut. Mieszaninę alkalizuje się 20% roztworem wodorotlenku sodu do pH 7,4 - 7,6, dodaje się niebieski wskaźnik bromotymolu. Następnie pożywkę przesącza się przez filtr bawełniano-gazowy i wlewa do 4-5 ml w sterylnych probówkach i sterylizuje w 0,5 atm. (110 0) 20 minut.

* - ilość agaru - agaru zależy od jego jakości i jakości. Dlatego przed rozpoczęciem pracy z nową partią agaru agarowego konieczne jest przeprowadzenie próbnego gotowania w celu wyjaśnienia jego ilości dodanej do środowiska.

Data dodania: 2014-12-11 | Wyświetleń: 788 | Naruszenie praw autorskich

http://medlec.org/lek-29229.html

Lista analogów domowych pożywek od A do O

Firma mediów medialnych HiMedia

M581

M1255

M065

M1275

M031

Uwaga:

Nagraj media za pomocą kota. Nie. MU000 spełnia wymagania Farmakopei USA, ME000 - Farmakopea Europejska, M000B - Farmakopea Brytyjska.

* - w przypadku podłoża konieczne są dodatki selektywne, różnicujące i / lub wzbogacające.

Katalog

Informacje kontaktowe

Biuro i magazyn VITA ROS LLC znajduje się w Rostowie nad Donem, ul. Malinovsky 52B / 63
- zobacz na mapie Yandex

Wysyłka produktów przez firmy transportowe, pocztą lub samodzielnie.

http://vita-ros.ru/content/sreda-himedia-analog-a-o

Odżywcza firma medialna HiMedia, posiadająca analogi krajowe

Bulion GN Heine, 500 g (FSZ 2009/03706) bulion „Gram-ujemny”

Zmodyfikowana baza agarowa Listeria Lecytynaza / Zmodyfikowana baza agarowa lecytynazy dla Listeria, 500 g (FSH 2009/03705)
FD045 Emulsja żółtka jaja / żółtko jaja

Wołowy ekstrakt w proszku
Ekstrakt mięsny, suchy (bakteriologiczny) / ekstrakt mięsny, suchy, typ I (bakteriologiczny), 5 x 5 kg (FSZ 2009/03707)

Proszek z ekstraktu mięsnego
Ekstrakt mięsny, suchy (bakteriologiczny), 500 g (FSZ 2009/03707) / ekstrakt mięsny, suchy (bakteriologiczny), 500 g (FSZ 2009/03707)

Uwaga:
Nagraj media za pomocą kota. Nie. MU000 spełnia wymagania Farmakopei USA, ME000 - Farmakopea Europejska, M000B - Farmakopea Brytyjska.
* - w przypadku podłoża konieczne są dodatki selektywne, różnicujące i / lub wzbogacające.

http://www.himedialabs.ru/analog

Badania nad kontrolą jakości agaru, pożywki (pożywka laktoza-sacharoza), pepton.

№ 0318300471814000002, 07/03/2014 17:18 (czas moskiewski)

44-ФЗ, Zakup od jedynego dostawcy (wykonawcy, wykonawcy)

Aby przeglądać dokumenty w systemie, nawet gdy
zakupki.gov.ru nie działa, musisz zapłacić za system.

INN 2358004247 KPP 235801001

Badanie kontroli jakości agaru

OKPD 85.14.16.120 Usługi laboratoriów farmakologicznych i bakteriologicznych

Badanie jakości peptonu

OKPD 85.14.16.120 Usługi laboratoriów farmakologicznych i bakteriologicznych

Badanie kontroli jakości pożywek (pożywka laktoza-sacharoza)

OKPD 85.14.16.120 Usługi laboratoriów farmakologicznych i bakteriologicznych

http://zakupki.kontur.ru/0318300471814000002

Medium sacharozy laktozowej

Strona o biotechnologii przemysłowej

Pożywki odżywcze (A-M)


1% woda peptonowa. Aby uzyskać 1% wody peptonowej, stężony roztwór rozcieńcza się 10 razy wodą destylowaną. Po ustaleniu pH 8,5 ± 0,1, wlewa się go do probówek lub fiolek i sterylizuje przez 20 minut pod ciśnieniem 0,7 atm. Można przygotować 1% wody peptonowej i bezpośrednio z poszczególnych składników, pobierając próbkę 10 razy mniej niż wskazane w recepturze głównego peptonu. Technologia przygotowania jest taka sama jak głównego peptonu.

2% roztwór soli. Do 1 litra wody destylowanej, g: chlorek sodu - 20; wodorotlenek sodu - 0,1. Ciecz przepuszcza się przez filtr papierowy, wlewa do 10 ml w probówkach i sterylizuje w autoklawie przez 20 minut w 0,7 atm.

Podłoże agarowe. Do 1 litra wody destylowanej, g: agar - 15-20. Przygotowanie podłoża: 15-20 g agaru dodaje się do 1 l wody, rozpuszcza się przez ogrzewanie i sterylizuje przez 30 minut pod ciśnieniem pary 1 atm.

Agar z fasoli. W 1 litrze wody gotuje się 100 g białej fasoli lub białej fasoli do miękkości, unikając pękania fasoli i zamieniając skrobię w pastę. Bulion filtruje się na gorąco i dodaje 2% agaru. Jak zwykle sterylizowane w autoklawie.

Rosół fasolowy. 50 g fasoli (lepszej niż biała) wlać 1 litr wody z kranu i gotować aż do ugotowania, aby fasola nie zagotowała się miękko. Powstały bulion filtruje się przez watę, dodaje do niego 10 g cukru i doprowadza do pierwotnej objętości. Ustalono lekko alkaliczną reakcję podłoża, wlano do kolb i sterylizowano w autoklawie przy prężności pary 1,5 atm przez 30 minut.

Rosół Clark. Do 1 litra wody destylowanej, g: pepton - 5; glukoza - 5; dwuzasadowy fosforan potasu - 5. Mieszaninę składników ogrzewa się do całkowitego rozpuszczenia, a następnie przesącza przez bibułę filtracyjną i wlewa do 5 ml w sterylnych probówkach. Bulion sterylizuje się pod ciśnieniem 0,5 atm 20 minut.

Bulion Hottinger. Parrot Hottinger rozcieńcza się wodą 5-6 razy, w zależności od ilości zawartego w nim azotu aminowego i ile powinien być w bulionie (wskazany w paszporcie trawienia i przepisie pożywki). Na przykład, aby przygotować podłoże z 1,2 g / l azotu aminowego, trawienie zawierające 9,0 g / l musi być rozcieńczone 7,5 razy (9,0: 1,2). Do rozcieńczonego roztworu dodać 0,5% chlorku sodu i gotować na małym ogniu, aż sól się rozpuści. W schłodzonym medium pH reguluje się, filtruje, wylewa i sterylizuje przez 20 minut w 120 °.

Woda drożdżowa. 50-100 g suchych drożdży miesza się w 1 l wody, gotuje przez 10 minut, przesącza przez bibułę filtracyjną i sterylizuje płynącą parą przez pół godziny przez trzy dni dziennie.

Autolizat drożdżowy. 200 g sprasowanych drożdży rozcieńczono w 1 l wody, dodano 2 g Na2HPO4, 1 n. Roztwór NaOH (do pH 6,1) i 5 ml chloroformu, utrzymywany w temperaturze 37 ° przez dwa dni, doprowadzony do pH 7,4, gotowany przez 30 minut, filtrowany przez filtr papierowy, wlewany do naczyń i sterylizowany w temperaturze 115 ° pół godziny.

Ekstrakt drożdżowy. 1 kg sprasowanych drożdży rozcieńcza się w 1 l wody, mieszaninę gotuje się przez 1 h, przesącza trzy razy przez bibułę filtracyjną i sterylizuje w 115 ° 30 minut.

Żelazny agar siarczynowy. W 1 litrze sterylnego stopionego agaru odżywczego dodaje się 10 g glukozy, ogrzewa do rozpuszczenia, wlewa do fiolek, autoklawuje przy (112 ± 2) ° 12 min (pożywka podstawowa). 20% roztwór siarczynu sodu Na2TAK3 i 8% roztwór siarczanu żelazawego żelazawego FeSO4 lub chlorek żelazowy FeCl2 Przygotuj bezpośrednio przed użyciem w sterylnym pojemniku na sterylnej wodzie destylowanej. Roztwór siarczynu sodu ogrzewa się aż do całkowitego rozpuszczenia. Przed przeprowadzeniem analizy, 5 ml 20% roztworu siarczynu sodu dodaje się do 100 ml stopionego ośrodka zasadowego, miesza, następnie dodaje się 1 ml 8% roztworu siarczanu żelaza, miesza i sterylnie wlewa do probówek z wysoką kolumną (12-15) cm do działania przez filtrację membranową lub w fiolkach do siewu bezpośredniego.

Izotoniczny roztwór chlorku sodu. Do 1 litra wody destylowanej dodać 9 g chlorku sodu. Roztwór przesącza się, nastawia pH i, jeśli to konieczne, sterylizuje w 120 ° przez 30 minut.

Agar ziemniaczano-glukozowy (CGA). Do 1 litra wody destylowanej, g: ziemniaki - 400; glukoza - 20; agar - 20. Przygotowanie podłoża: 200 g obranych ziemniaków gotuje się w wodzie destylowanej. Następnie otrzymany bulion jest filtrowany przez gazę, dodaje się 20 g glukozy, pH doprowadza się do pożądanej wartości i miesza z agarem. Pożywkę wlewa się do 2-litrowej kolby, zamkniętej korkiem lub folią z gazy bawełnianej i autoklawowanej pod ciśnieniem 1,5 atm. w ciągu 30-40 minut.

Agar z dekstrozą ziemniaczaną. Do 1 litra wody destylowanej, g: ziemniaki - 200; dekstroza - 20; agar - 20. Podłoże przygotowuje się w taki sam sposób jak agar z sacharozy ziemniaczanej, ale zamiast sacharozy dodaje się dekstrozę.

Agar ziemniaczano-sacharozowy. Do 1 litra wody destylowanej, g: ziemniaki - 200; sacharoza - 20; agar - 20. Przygotowanie podłoża: zagotować 200 g ziemniaków i przefiltrować przez gazę, dodać 20 g sacharozy i 20 g agaru do bulionu, rozpuszczając je po podgrzaniu. Sterylizacja - w autoklawie przez 30 minut. przy 1 atm.

Agar ziemniaczany. 200 g obranych i umytych z wodą ziemniaków pokrojonych w plastry, zalać 1 litrem wody z kranu, gotować przez 30 minut. Pożywkę przygotowuje się w taki sam sposób jak agar z sacharozy ziemniaczanej, ale bez dodatku sacharozy. Rosół jest filtrowany przez bawełnę i dostosowany do pierwotnej objętości. Do otrzymanej cieczy dodać 2% agaru, gotować, aż się rozpuści i ustanowić obojętne środowisko (pH 7,0). Pożywkę sterylizowano w 1 atm przez 20 minut.

Agar ziemniaczany z fioletem goryczki. Na 1 litr wody destylowanej weź 200 gramów ziemniaków, obranych i drobno posiekanych i gotowanych przez 20 minut, bulion jest filtrowany przez dwie warstwy gazy i doprowadzaj objętość do oryginału. Dodać 20 g agaru, stopić, ponownie przefiltrować, a następnie dodać 3 ml 0,1% roztworu goryczki fioletowej do pożywki.

Agar ze skrobią amonową (KAA). Medium jest syntetyczne, solidne, obieralne. Do 1 litra wody destylowanej, g: skrobia - 10, (NH4)2TAK4 - 2, K2HPO4 - 1, MgSO4 - 1, CaCO3 - 3, agar - 20. Agar rozpuszcza się w 300 ml wody. Oddzielnie rozpuścić skrobię w 100 ml wody. Sole rozpuszcza się w pozostałych 600 ml wody, ogrzewa do wrzenia i do wrzącego roztworu wlewa się skrobię z ciągłym mieszaniem, a następnie dodaje się wodę z agarem i sterylizuje w autoklawie. Stosowany do uprawy promieniowców.

Środowisko laktozowo-peptonowe. 10 g peptonu, 5 g chlorku sodu, 5 g laktozy rozpuszcza się przez ogrzewanie w 1 l wody destylowanej. Po rozpuszczeniu składników pH doprowadza się do 7,4-7,6, wlewa do 10 ml w probówkach, sterylizuje przy (112 ± 2) ° 12 min. Aby przygotować skoncentrowaną pożywkę z laktozą-peptonem, wszystkie składniki, z wyjątkiem wody, zwiększa się 10-krotnie, wlewa do 1 ml w probówkach i 10 ml do fiolek.

Medium laktozowo-peptonowe z błękitem bromotymolowym. Przygotowano jako pożywkę z laktozą-peptonem, z dodatkiem 1 ml 1,6% alkoholowego roztworu błękitu bromotymolowego na 1 litr i wylano do 3-5 ml w probówkach z pływakiem.

Środowisko laktoza-sacharoza. Przygotowany jako medium Ressel, ale zamiast glukozy weź sacharozę w tej samej ilości.

Medium mannozowo-sacharozowe. Na 1 l 1,5% agaru odżywczego, g: mannnoza - 1; sacharoza - 10; siarczan żelaza FeSO4 - 0,2; podsiarczyn sodu Na2TAK3· 5H2O - 0,08; siarczyn sodu Na2TAK3 - 0,4; 0,2% czerwieni fenolowej - 10. Po stopieniu pH podłoża należy ustawić na 8,0, dozować do 5-7 ml probówek i sterylizować przy 0,7 atm przez 15 minut. Przygotowane podłoże po sterylizacji jest koszone tak, aby uzyskać kolumnę i ościeżnicę.

Agar z peptonem mięsnym (MPA). Średnio sztuczne, solidne, uniwersalne. Jest to gęsta galaretowata masa. Ta pożywka jest szeroko stosowana w praktyce laboratoryjnej do uprawy mikroorganizmów. Do przygotowania tego podłoża dodaje się 1–20 g pokruszonego agaru do 1 l gotowego bulionu mięsno-peptonowego (przed lub po sterylizacji). Namoczony przez kilka godzin w celu spęcznienia agaru, gotować na małym ogniu, aż do całkowitego rozpuszczenia. Następnie należy doprowadzić objętość cieczy do początkowej wody destylowanej i przefiltrować przez filtr gazowy zwilżony wcześniej gorącą wodą. MPA można gotować w autoklawie lub aparacie Kocha. Pożywkę wlewa się na gorąco do szklanych kolb i sterylizuje w autoklawie przez 20 minut w 120 °. Gotowy MPA ma temperaturę topnienia 96-100º i temperaturę krzepnięcia około 40º, tj. W temperaturze pokojowej zawsze stanowi stałą pożywkę. Semi-agar zawiera 0,4-0,5% agaru. Służy do ilościowej analizy mikroflory powietrza i gleby.

http://sredovarka.ucoz.com/publ/mikrobiologija/pitatelnye_sredy/pitatelnye_sredy_chast_1/15-1-0-27

„LABORATORYJNA DIAGNOSTYKA CHOLERÓW. INSTRUKCJE METODOLOGICZNE. MUK 4.2.2218-07” (ATV. GŁÓWNY LEKARZ SANITARNY LEKARZA FEDERACJI ROSYJSKIEJ 31.05.2007)

Pożywkę gotuje się, przesącza, wlewa do 5-7 ml w sterylnych probówkach i sterylizuje pod ciśnieniem 0,5 atm. 20 min Przygotowane podłoże po sterylizacji jest koszone tak, aby uzyskać kolumnę i ościeżnicę. Środa jest lekka.

Pożywkę można przygotować na 1,0-1,3% agarze odżywczym, dodając do niej odpowiednie stężenia węglowodanów i wskaźnik Andred.

Przygotowuje się go jak pożywkę Ressel, ale zamiast glukozy pobiera sacharozę w tej samej ilości.

Po pierwsze, węglowodany rozpuszcza się w stopionym agarze odżywczym (pH 7,7 +/- 0,1), a następnie dodaje się świeżo przygotowane roztwory soli żelaza i sodu zgodnie z formulacją pożywki (wskaźnik siarkowodoru). Ponadto dodaje się wskaźnik czerwieni fenolowej w celu rejestracji tworzenia się kwasu. Pożywkę gotuje się, przesącza, wlewa do 5-7 ml w sterylnych probówkach, sterylizuje przez 20 minut. przy ciśnieniu 0,5 atm. i koszone przez rodzaj środowiska Ressel; pH przygotowanego podłoża wynosi 7,3 ± 0,1; kolor jest czerwony.

Po stopieniu pH pożywki należy doprowadzić do 8,0, wlać do probówek 5-7 ml i sterylizować pod ciśnieniem 0,7 atm. 15 min Przygotowane podłoże po sterylizacji jest koszone tak, aby uzyskać kolumnę i ościeżnicę.

b) Środowiska do identyfikacji.

Do 100 ml 1% wody peptonowej (pH 7,3 +/- 0,1) bez azotanu dodać 0,5-1,0% wymaganego węglowodanu lub alkoholu (L-arabinoza, D-mannoza, D-sacharoza, D - mannitol, L-inozytol, D-glukoza, rozpuszczalna skrobia itp.) i 1% wskaźnik Andrede lub 0,1 ml 1,6% roztworu błękitu bromotymolowego. Pożywki wlewa się do sterylnych probówek z pływakami i sterylizuje w 0,5 atm. 20 min; podłoże z L-arabinozą powinno być sterylizowane przez 20 minut. przy 0,1-0,2 atm. Do przygotowania podłoży Hiss można stosować tylko wymienione izomery węglowodanów. Gotowe media Hiss ze wskaźnikiem Andréd są jasne i zmieniają kolor na czerwony podczas tworzenia kwasów. Środowiska z bromtimolovy niebieski zielony z trawiastym odcieniem, z kwaśną reakcją - żółty, z alkalicznym - niebieski.

Pepton, chlorek sodu i agar-agar dodaje się do wody. Mieszaninę ogrzewa się aż do stopienia agaru, następnie dodaje się fosforan potasu i glukozę, kontynuuje wrzenie przez 2-3 minuty. Mieszaninę alkalizuje się 20% roztworem wodorotlenku sodu do pH 7,4 ± 0,1, objętość pożywki dostosowuje się do oryginału i dodaje 3 ml 1% wodnego roztworu błękitu bromotymolowego. Następnie pożywkę przesącza się przez filtr z gazy bawełnianej, wlewa do 4-5 ml w sterylnych probówkach i sterylizuje pod ciśnieniem 0,5 atm. 20 min Kolor podłoża przed sterylizacją jest niebieski, a po sterylizacji w autoklawie jest zielony, pH 7,1 +/- 0,1. Gdy kwasowy, medium zmienia kolor na żółty.

Mieszaninę składników ogrzewa się aż do całkowitego rozpuszczenia, a następnie sączy się przez bibułę filtracyjną i wlewa do sterylnych probówek o pojemności 5 ml. Bulion jest sterylizowany pod ciśnieniem 0,5 atm. 20 min

Środa Kodama. W 1% wodzie peptonowej dodać 0,5% rozpuszczalnej skrobi. Pożywkę wlewa się do sterylnych probówek i sterylizuje przez 20 minut. pod ciśnieniem 0,5 atm. Aby ocenić wyniki cięcia skrobi, stosuje się odczynnik Lugola.

Środa z żelatyną. Do bulionu mięsno-peptonowego lub bulionu Hottinger dodaje się drobno posiekaną żelatynę w ilości 10,0-15,0 g na 100 ml (w lecie stężenie żelatyny zwiększa się do 20%). Żelatyna może pęcznieć przez 30 minut. a następnie rozpuszcza się przez powolne ogrzewanie w łaźni wodnej w temperaturze (45,0 +/- 5,0) stopni. PH doprowadza się do 7,1 +/- 0,1 przez dodanie 10% roztworu wodorowęglanu sodu do stopionej żelatyny. Przy bardziej zasadowej reakcji żelatyna źle się zamarza, a czasami wcale nie zamarza. W 1 litrze rozpuszczonej żelatyny wprowadza się dwie białka, ubite z niewielką ilością wody destylowanej, w celu wyjaśnienia. Mieszaninę miesza się i ogrzewa z płynącą parą przez 20 minut. aż do całkowitej koagulacji białka i oświecenia podłoża. Następnie medium jest filtrowane w stanie gorącym przez filtr papierowy lub z gazy bawełnianej o dużej powierzchni. Pożywkę przelano do probówek 5-8 ml, sterylizowano pod ciśnieniem 0,5 atm. 20 min Po sterylizacji pożywkę chłodzi się zanurzając probówki w zimnej wodzie w pozycji ściśle pionowej, tak aby górna część kolumny pozostawała całkowicie płaska podczas zamrażania.

Medium do oznaczania dekarboksylaz i dihydrolaz aminokwasowych

Wszystkie składniki według receptury powyższej pożywki rozpuszcza się przez ogrzewanie, pH doprowadza się do 6,4 +/- 0,1, następnie dodaje się odpowiedni wskaźnik i pożywkę dzieli się na 4 równe części. Jedna część aminokwasu nie jest dodawana, ta część służy jako kontrola. W pozostałych porcjach tworzą odpowiednio: w pierwszej - 1% lizyny, w drugiej - 1% ornityny, w trzeciej - 1% argininy. Aminokwasy muszą być w formie L, jeśli występują D-aminokwasy, a następnie dodać 2%, ponieważ mikroorganizmy są aktywne tylko przeciwko formom L. Po dodaniu aminokwasów przed sterylizacją, jeśli to konieczne, reakcję podłoża koryguje się 0,1% roztworem kwasu chlorowodorowego. Pożywkę wlewa się do 1-2 ml w chemicznie czystych sterylnych probówkach i sterylizuje pod ciśnieniem 0,1-0,2 atm. 20 min Niewielka ilość kłaczków w mediach nie ma znaczenia. Pożywka peptonowo-drożdżowa ma barwę zielono-zieloną, w reakcji kwaśnej medium staje się żółte, z zasadą - zmienia kolor na niebieski.

Bulion mięsno-peptonowy: woda mięsna z 1% suchego peptonu i 0,85% soli. Mieszaninę gotuje się aż do całkowitego rozpuszczenia peptonu i soli, ustala pożądane środowisko reakcji, sterylizuje się w 0,7 atm. 20 min

a) Aby określić tworzenie indolu

Aldehyd rozpuszcza się w alkoholu, następnie dodaje się kwas, miesza, przechowuje w ciemnym miejscu.

Paski filtrowanego papieru impregnuje się nasyconym roztworem kwasu szczawiowego i suszy w termostacie.

b) Wykrywanie tworzenia się siarkowodoru

Paski papieru filtracyjnego impregnuje się roztworem ołowiu kwasu octowego. Suszone w powietrzu.

Paski papieru wskaźnikowego dla indolu i siarkowodoru umieszcza się pod korkiem probówki z zaszczepioną kulturą. Jeśli powstaje indol, pasek zmienia kolor na czerwony, a gdy tworzy się siarkowodór, pasek staje się czarny.

c) Do oznaczania reduktazy azotanowej

Przygotuj osobno dwa rozwiązania. Pierwszy polega na rozpuszczeniu z ogrzewaniem w moździerzu porcelanowym w 20 ml wody destylowanej 0,2 mg alfa naftyloaminy (C10H7NH2). Ciecz ostrożnie wlewa się do 150 ml 12% roztworu kwasu octowego. Drugi - 0,5 g kwasu sulfanilowego (C6H4NH2SO3H) rozpuszcza się w 150 ml 12% kwasu octowego.

Następnie oba roztwory wlewa się do ciemnej kolby z dobrze zmielonym korkiem. Odczynnik Gryss powinien być bezbarwny, jeśli zmieni kolor na różowy, nie będzie używany.

Złożoność przygotowania odczynnika Griessa, niedobór i toksyczność jego składników składowych (w szczególności alfa naftyloaminy) ograniczają jego zastosowanie. Te wady są pozbawione metody stosującej odczynnik rivanol, który jest mieszaniną równych objętości 0,1% roztworu nitanolu w wodzie destylowanej i 12% roztworze kwasu chlorowodorowego. W przypadku reakcji dodatniej, hodowla szczepu testowego hodowanego w bulionie lub 1% wody peptonowej z 0,1% KNO3 zmienia kolor na czerwony.

d) Aby określić aktywność beta-galaktozydazy, należy przygotować roztwór M / 75 orto-nitrapenylu - beta-D-galaktopiranozydu (ONFG):

Rozpuszczono w wodzie destylowanej w 37 stopniach. C ONFG, następnie dodać roztwór fosforanu sodu (NaH2PO4 x H2O), który jest monopodstawiony. Doprowadzić pH do 7,0. Roztwór powinien być bezbarwny - przechowywany w temperaturze -4 stopni. C. Przed użyciem roztwór inkubuje się przez kilka minut, aż fosforan się rozpuści, który krystalizuje na zimno.

7.3. Konserwanty do konserwacji

a) Środek konserwujący z kwasem borowym

Sterylizowane w kąpieli wodnej lub przepływającej pary o temperaturze 100 stopni. C - 20 min. w ciągu 3 dni.

Połączyć 100 ml odwłóknionej krwi barana z 15 ml środka konserwującego z kwasem borowym.

b) Środek konserwujący Alsevera

Sterylizowany w kąpieli wodnej lub płynącej parze w temperaturze 100 stopni. C przez 20 minut w ciągu 3 dni.

Konserwująca i odwłókniona krew Alsevera jest równo podzielona. Konserwa krwi jest przechowywana w temperaturze (4 +/- 1) stopni. C.

7.4. Procedura kontroli jakości pożywek

Pożywki, konserwanty, inhibitory zewnętrznej mikroflory, stosowane w diagnostyce cholery, podlegają obowiązkowym testom zgodnie z aktualnymi dokumentami instruktażowymi i metodologicznymi.

Kontrola jakości bakteriologicznej stałych i płynnych pożywek może być przeprowadzona przez laboratoria przeciw pladze i inne instytucje, które mają pozwolenie na pracę z patogenem cholery, przy użyciu szczepów testowych do testowania Vibrio cholerae Pl (145) i Vibrio cholerae eltor M-878, a także laboratoriów do szczególnie niebezpiecznych infekcji. instytucje prowadzące państwowy nadzór sanitarny i epidemiologiczny, przy użyciu szczepu testowego awirulentnej cholery vibrio nie O1 serogrupy P-9741 w kolejności określonej przez aktualne wytyczne dotyczące monitorowania dołu media

Każda seria suchego środowiska produkcyjnego z państwowym numerem rejestracyjnym, licencją na jego produkcję i odpowiednią datą ważności, a także środowiskami laboratoryjnymi podlega kontroli bakteriologicznej.

Część całkowitej objętości pożywki przeznaczonej do badań przesyła się do kontroli w ilości 200 ml agaru i 100 ml podstawowego roztworu peptonu z produkcji przemysłowej iw podwójnej objętości dla serii produkcji laboratoryjnej. Kierunek powinien wskazywać nazwę medium, producenta, numer partii i datę ważności suchego medium, datę kontrolowanego gotowania. Transportowane próbki muszą być bezpiecznie zapakowane, fiolki z płynnym medium są zamknięte gumowymi korkami.

Optymalny okres badania pożywki wynosi 10-14 dni po przygotowaniu.

Jeśli wynik testu jest pozytywny, odpowiednia partia suchego nośnika jest uważana za użyteczną. Kolejna kontrola tej serii mediów jest przeprowadzana corocznie, a także wtedy, gdy zmieniają się warunki przygotowania suchego medium, niezależnie od czasu poprzedniej kontroli.

Jeśli podczas pierwszej kontroli środowisko okazało się nieodpowiednie, konieczna jest powtarzalna kontrola bakteriologiczna tej samej serii suchego medium, podczas gdy nowa próbka do gotowania i próbka suchego medium z tej samej serii muszą zostać wysłane do kontroli.

Po otrzymaniu negatywnego wyniku powtórnej kontroli pożywki przygotowanej na miejscu i dodatniej kontroli bakteriologicznej próbki z tej samej serii suchej pożywki przygotowanej w laboratorium instytucji monitorującej, ta seria suchej pożywki powinna być uznana za odpowiednią i należy podjąć środki w celu wyjaśnienia i wyeliminowania błędu w lokalnej technologii wytwarzania.

Po otrzymaniu negatywnego wyniku, skarga jest wysyłana do próbki suchego nośnika z tej serii na adres producenta i GISC o nazwie. L.A. Tarasevich.

Okres przechowywania agaru alkalicznego i zasadowego roztworu do uwalniania peptonu (suche podłoże i próbki z niego przygotowane) są określone w instrukcjach producenta dotyczących stosowania podłoża.

Dla środowisk produkcyjnych laboratoriów zdefiniowano następujące okresy przechowywania:

- dla agaru alkalicznego - 6 miesięcy od daty produkcji i kontroli podstawowej, po upływie tego okresu dozwolone jest ponowne kontrolowanie i przedłużenie okresu przechowywania o kolejne 3 miesiące;

- dla podstawowego roztworu peptonu - 2 lata z kontrolą jakości podłoża po przygotowaniu, a następnie po 1,0-1,5 roku przechowywania.

Okres przechowywania 1% wody peptonowej z zamkniętymi opakowaniami (gumowe korki i metalowe nasadki) wynosi 2 miesiące, a po ponownym sprawdzeniu możliwe jest przedłużenie okresu trwałości o 1 miesiąc.

Pożywki, gotowe do użycia, są przechowywane w ciemnym chłodnym miejscu (6-20 stopni C), unikając różnicy temperatur większej niż 5 stopni. C. Wzrost i spadek temperatur mają szkodliwy wpływ na biologiczne właściwości mediów.

Agar alkaliczny i główny pepton, kontrolowane przez awirulentny test wibracyjny cholery, podlegają okresowemu ponownemu sprawdzaniu we współpracy z laboratoriami terytorialnymi i instytucjami przeciw dżumie na podstawie tego ostatniego z wirulentnymi szczepami testowymi. Telluryn potasu podlega również corocznemu monitorowaniu w terytorialnej instytucji przeciw pladze.

8. Metody diagnozy serologicznej

Serologiczne metody badań mają z reguły dodatkową wartość i tylko w niektórych przypadkach, gdy przeprowadzają operacyjną i retrospektywną analizę epidemiologiczną, ich wyniki mogą być decydujące.

W diagnostyce serologicznej cholery stosuje się reakcje immunologiczne, które ujawniają w surowicy krwi pacjentów, którzy byli chorzy i nosiciele wibronów, jak również specyficzne zaszczepione przeciwciała: aglutyniny, antytoksyny i przeciwciała wibriobójcze.

Pacjenci z cholerą w 5-7 dniu od początku choroby pojawiają się aglutyniny, przeciwciała wibriobójcze i antytoksyny.

Zaleca się zbadanie sparowanych surowic w odstępie 7-10 dni. Pierwszy test należy wykonać w 5-7 dniu w celu szybkiej diagnozy, a drugi - w ciągu 7-10 dni lub więcej - w celu przeprowadzenia retrospekcji.

Krew do badań serologicznych pobranych z żyły i przy braku takiej możliwości - z palca. Z żyły pobiera się 1-5 ml krwi, a po skrzepnięciu skrzep odrywa się od ściany probówki za pomocą sterylnego pręta szklanego lub pętli platynowej. Probówki są przechowywane w lodówce i transportowane do laboratorium schłodzonego (w termosie, woreczku chłodzącym itp.). W laboratorium surowica jest inaktywowana w temperaturze (56,0 ± 0,5) stopnia. C 30 min.

Jeśli krew zostanie pobrana w dniu reakcji, probówki ze skoagulowaną krwią należy odwirować przez 10-15 minut. przy 3000 rpm W przypadku braku możliwości natychmiastowego zbadania surowicy, jest ona przechowywana w ampułkach w temperaturze (4,0 +/- 0,5) stopni. C. Krew z palca pobiera się w objętości 0,4 ml i nakłada na jałową fiolkę z penicyliną lub probówkę z 1,6 ml 0,9% roztworu chlorku sodu (1: 5).

8.1. Oznaczanie aglutynin w surowicy

A. Wykrywanie przeciwciał cholery metodą rozszerzonej aglutynacji. Surowicę testową rozcieńcza się 1% wodą peptonową o pH 7,5 +/- 0,1 w objętości 1 ml od 1:10 do 1: 640. Jako antygen stosuje się 3-godzinną hodowlę bulionową wyizolowaną w tym miejscu lub bada się w 3 rzędach z hodowlami Vibrio cholerae (serowary Ogawa, serogramy Inaby i serogrupy O139). Umieścić 1 kroplę antygenu hodowlanego w probówce z hodowlaną surowicą i umieścić na 1 godzinę w termostacie, a następnie do rana w lodówce w temperaturze (4,0 +/- 0,5) stopni. C, po czym zanotuj wyniki. Reakcji towarzyszą kontrole antygenu i surowicy.

Przy określaniu miana reakcji należy wziąć pod uwagę rozcieńczenie aglutynacją 3-4 krzyżyków.

Wynik badania surowicy pacjenta podczas reakcji aglutynacji w rozcieńczeniu 1:40 i powyżej uważa się za w przybliżeniu dodatni.

Wartość diagnostyczna to nie mniej niż 4-krotny wzrost mian przeciwciał.

B. Reakcja pośredniej hemaglutynacji (RNGA) z diagnostycznym antygenem cholery erytrocytów

W celu wykrycia kompletnych przeciwciał w surowicy jest zamierzone phaa. Jest to dość specyficzna i wrażliwa reakcja dwuskładnikowa. W czułości znacznie przekracza reakcję aglutynacji. Niezbędne składniki, sposób ustawiania w makro- i mikroobjętościach przedstawiono w podręczniku diagnostyki antygenu cholery erytrocytowej.

Wynik badania surowicy pacjenta w rozcieńczeniu 1:40 i powyżej uważa się za w przybliżeniu dodatni.

Wartość diagnostyczna to nie mniej niż 4-krotny wzrost mian przeciwciał.

B. Reakcja neutralizacji antygenu (RNAg)

Do wykrywania przeciwciał w surowicy za pomocą diagnostycznej immunoglobuliny cholery erytrocytów służy RNA. Reakcja neutralizacji antygenu jest wysoce specyficzną reakcją trójskładnikową. Jego zasadą jest specyficzna neutralizacja dodanego antygenu zarówno przez kompletne, jak i niekompletne przeciwciała, które pojawiają się wcześniej niż inne. Niezbędne składniki, sposób ustawiania w objętościach makro i mikro przedstawiono w instrukcjach stosowania do diagnozy immunoglobuliny cholery erytrocytów.

Używając systemu reakcji PHAA i PHAg, nie ma potrzeby ustawiania kontroli swoistości dla każdej badanej surowicy, ponieważ te dwie reakcje wzajemnie kontrolują wyniki.

Wynik badania surowicy pacjenta w RNAg w rozcieńczeniu 1:50 (1:80) i powyżej uważa się za w przybliżeniu dodatni.

Nie mniej niż 4-krotny wzrost mian przeciwciał w badaniu par surowic w RNAA i PHAg ma znaczenie diagnostyczne.

8.2. Oznaczanie przeciwciał wibriobójczych w

surowica (PBA)

Podczas prowadzenia badań serologicznych w ognisku wywołanym przez czynnik wywołujący cholerę określonego serowaru, jeden szczep odpowiedniego serowaru jest wykorzystywany w reakcji, przy braku tych danych, dwóch szczepów obu serowarów.

Materiały i sprzęt

- testować surowice inaktywowane przez ogrzewanie przez 30 min. w temperaturze (56,0 +/- 0,5) stopni. C;

- suchy dopełniacz lub świeżo otrzymana surowica świnki morskiej w rozcieńczeniu 1:20;

- 0,9% roztwór chlorku sodu pH 7,2 +/- 0,1;

- szczepy Vibrio cholerae Ogawa i Inaba, typowe w formie S, nie wrażliwe na dopełnienie;

- Szalki Petriego z agarem alkalicznym;

- termostat o (37,0 +/- 1,0) stopniach. C.

Metody ustawiania reakcji

Potrzebne są następujące kontrole: a) kontrola dopełniacza (0,9 ml dopełniacza i 0,1 ml hodowli); b) kontrola surowicy (0,8 ml 0,9% roztworu chlorku sodu, 0,1 ml surowicy i 0,1 ml hodowli); c) kontrola hodowli (0,9 ml 0,9% roztworu chlorku sodu i 0,1 ml hodowli).

Stojak z probówkami na 1 godzinę umieszcza się w łaźni wodnej lub termostacie w temperaturze (37,0 +/- 0,5) stopni. C, wykonując wstępne zaszczepienie probówki kontrolnej hodowli na 2 płytkach agaru alkalicznego w celu określenia rzeczywistego stężenia żywych wibracji w zawiesinie testowej (kontrola rozcieńczenia).

Po 1 godzinie statyw ponownie umieszcza się na lodzie iz każdej probówki oddzielną sterylną pipetą 0,1 ml hodowli wysiewa się na alkalicznej płytce agarowej pH 7,0 +/- 0,1. Siew równomiernie rozłożony na powierzchni kubka przez kołysanie lub szpatułkę. Kubki umieszcza się na 18-24 godziny w termostacie w temperaturze (37,0 +/- 0,5) stopni. C, następnie policz liczbę hodowanych kolonii.

W uprawach z probówek kontrolnych z hodowlą liczba kolonii powinna rosnąć, blisko kontroli hodowli.

Miano wibriobójcze uważa się za maksymalne rozcieńczenie surowicy, które powoduje śmierć nie mniej niż 50% komórek vibrio w cholerze, które wykrywa się podczas wysiewu na płytki agarowe w szalkach Petriego w porównaniu z liczbą hodowanych kolonii z probówki kontrolnej dopełniacza.

Oznaczanie przeciwciał wibriobójczych (BA) w surowicy na podstawie fermentacji węglowodanów

Brak lub obecność BA ocenia się na podstawie fermentacji sacharozy, zarejestrowanej za pomocą wskaźnika.

Materiały i sprzęt:

- inaktywowana surowica;

- szczepy Vibrio cholerae serovar Ogawa i Inaba;

- dopełniacz rozcieńczony 1:20 z 1% wodą peptonową zawierającą 1% sacharozy i 1% wskaźnika Andred;

- termostat o (37,0 +/- 1) stopniach. C.

Metody ustawiania reakcji

Sformułowaniu reakcji towarzyszą następujące kontrole:

- 0,45 ml 1% wody peptonowej zawierającej 1% sacharozy i 1% wskaźnika Andreda + 0,05 ml surowicy testowej + 0,45 ml zawiesiny hodowli - kontrola surowicy;

- 0,45 ml dopełniacza z sacharozą i wskaźnikiem + 0,45 ml hodowli - kontrola dopełniacza;

- 0,45 ml 1% wody peptonowej z sacharozą i wskaźnikiem + 0,45 ml hodowli - kontrola hodowli;

- 0,45 ml 1% wody peptonowej z sacharozą i wskaźnik + 0,05 ml surowicy testowej - kontrola sterylności w surowicy.

Po 5-6 godzinach bierze się pod uwagę reakcję. Jednocześnie w kontroli (z wyjątkiem kontroli sterylności surowicy) kolor zawartości probówek powinien zmienić się na czerwony lub różowy. Zmiana barwy wskaźnika w probówkach roboczych rzędu, związana z fermentacją sacharozy przez zwielokrotnione wibracje, wskazuje na brak przeciwciał wibriobójczych w badanej surowicy. Najwyższe rozcieńczenie surowicy przyjmuje się jako miano wibriobójcze, w którym kolor zawartości probówek pozostaje niezmieniony lub jego intensywność znacznie różni się od koloru próbek kontrolnych. Wynik wyraża się jako logarytm dziesiętny rozcieńczenia surowicy, przyjmowany z przeciwnym znakiem.

8.3. Oznaczanie przeciwciał neutralizujących toksyny

w surowicy

W celu wykrycia przeciwciał neutralizujących toksyny w surowicy pacjentów z cholerą i wibronocarrami stosuje się PHA z enterotoksyczną diagnostyką cholery erytrocytów (ECED), w której zakażenie jest spowodowane przez wibratory cholery O1 i O139 serogrup. Przeciwciała neutralizujące toksynę pojawiają się w 5-7 dniu choroby, osiągając maksimum w 14-21 dniu, a następnie ich miano stopniowo zmniejsza się, ale utrzymuje się dłużej niż inne przeciwciała. W porównaniu z wibriocydowymi i innymi specyficznymi przeciwciałami cholery, immunoglobuliny przeciw toksynie cholery krążą dłużej w surowicy po infekcji (do 8-10 miesięcy lub dłużej). Warunkowo dodatnie miano PHA z ECED należy uznać za 1: 160 i wyższe. Wskazane jest zbadanie sparowanej surowicy.

Wynik RNA z ECAD pozwala wnioskować o toksyczności (epidemii) szczepu vibrio krążącego w ognisku cholery, w tym bez izolowania kultury.

http://rudoctor.net/medicine2009/bz-tw/med-ymsez/pg-5.htm

Medium sacharozy laktozowej

4.2. METODY KONTROLI. CZYNNIKI BIOLOGICZNE I MIKROBIOLOGICZNE


Diagnostyka laboratoryjna cholery

Wprowadzenie Data 2007-08-01

1. OPRACOWANY: przez Federalną Służbę Nadzoru Ochrony Praw Konsumentów i Opieki Społecznej (Yu.M. Fedorov, N.Ya. Zhilina); Federalny Państwowy Zakład Opieki Zdrowotnej „Instytut przeciw pladze Rostowa nad Donem” (Yu.M. Lomov, B.N. Mishankin, L.S. Podosinnikova, L.G. Voronezhskaya, I.Ya.Cherepakhina, T.A. Kudryakova, B.L.Mazrukho, L.M.Smolikova, I.V. Ryzhko, R.I. Tzuraeva, E.A.Moskvitina, B.P.Golubev, S.O.Vodopyanov, E.V.Monakhova, V.D. Kruglikov, N.R. Telesmanich, A.B. Mazrukho, V.V. Agafonova); Federalna Państwowa Instytucja Opieki Zdrowotnej „Anti-Plague Center” (A.A. Kureregian, S. M. Ivanova, Yu.S. Korolev); Federalna Państwowa Instytucja Opieki Zdrowotnej „Rosyjski Instytut Anty-Plagi„ Microbe ”(A.K. Adamov, Z.V. Malykhina, T.V. Bugorkova, N.I. Smirnova, L.F.Livanova; A.V.Toporkov, S.I. Zadnova, N.A. Osin, E.S. Kazakova, N.B.Cheldysheva, A.V.Osin), Federalny Państwowy Zakład Opieki Zdrowotnej „Irkucki Instytut Anty-Plagi” (A.S.Maramovich, V.S. Ganin, L. Ya. Urbanovich, V.I. Pogorelov, L.V.Mironova, E.S.Kulikalova), Federalny Państwowy Zakład Zdrowia „Stawropol o anty-dżuma instytut badawczy ”(V.N.Saveliev), Federalna Państwowa Instytucja Opieki Zdrowotnej„ Stacja przeciw pladze Morza Czarnego ”(G.V. Galtsev), Państwowe Centrum Antybiotyków (S.V. Sidorenko), Rosyjska Akademia Medyczna Kształcenia Podyplomowego (E.A.Vedmina); LIS Tarasevich GISK (T.I. Anisimova, L.V.Sayapina).

2. ZATWIERDZONY przez szefa Federalnej Służby Nadzoru Ochrony Praw Konsumentów i Opieki Społecznej, Główny Państwowy Lekarz Sanitarny Federacji Rosyjskiej GG Onishchenko 31 maja 2007

3. WPROWADZONA WYMIANA INSTRUKCJI METODYCZNYCH „Diagnostyka laboratoryjna cholery” MU 4.2.1097-02.

1. Zakres

1. Zakres

1.1. Wytyczne „Diagnostyka laboratoryjna cholery” mają na celu wdrożenie i stosowanie istniejących dokumentów regulacyjnych, które określają wymagania w zakresie nadzoru epidemiologicznego cholery w zakresie organizacji i prowadzenia diagnostyki laboratoryjnej cholery.

1.2. Wytyczne te są przeznaczone dla specjalistów w laboratoriach bakteriologicznych instytucji wykonujących państwowy nadzór sanitarny i epidemiologiczny, instytucji medycznych i profilaktycznych oraz przeciwdziałania dżumie.

2. Odniesienia normatywne

2.5. Przepisy sanitarne „Warunki transportu i przechowywania medycznych preparatów immunobiologicznych. SP 3.3.2.028-95”.

3. Charakterystyka czynnika sprawczego cholery


Cholera to ostra choroba zakaźna z syndromem biegunki, mechanizmem kału i jamy ustnej zakażenia, pokarmem, wodą i kontaktowymi sposobami rozprzestrzeniania się patogenu. Należy do grupy zakażeń regulowanych przez międzynarodowe przepisy zdrowotne (2005).

Czynnikami sprawczymi cholery są cholery vibrios O1 (klasyczne i Eltor biovary) i serogrupy O139.

Toksyczne () wibracyjne cholery obu serogrup powodują chorobę cholery, podatną na rozprzestrzenianie się epidemii i pandemii (szczepy znaczące epidemicznie), nietoksyczne () - pojedyncze lub grupowe choroby cholery ze wspólnym źródłem zakażenia.

W nietoksynogennych () szczepach Vibrio cholerae możliwa jest obecność poszczególnych genów patogeniczności, wśród których pewne znaczenie ma gen zaangażowany w realizację procesu adhezji.

Charakterystyka genomu izolowanych szczepów cholery metodami biologicznymi jest szeroko stosowana do analizy epidemiologicznej i oceny znaczenia epidemiologicznego izolowanych szczepów.

4. Organizacja badań laboratoryjnych


Badania diagnostyczne cholery w regulowanej ilości można przeprowadzić:

- laboratoria bakteriologiczne instytucji prowadzących państwowy nadzór sanitarny i epidemiologiczny, instytucje lecznicze i profilaktyczne oraz instytucje zwalczające zarazę, które mają pozwolenie na pracę z mikroorganizmami grupy III patogeniczności;

- laboratoria szczególnie niebezpiecznych zakażeń ośrodków higieny i epidemiologii Rospotrebnadzoru oraz wydziałów upoważnionych do prowadzenia badań diagnostycznych na temat cholery;

- laboratoria instytucji zajmujących się epidemią dżumy, które mają pozwolenie na prowadzenie badań diagnostycznych na temat cholery i współpracę z czynnikiem sprawczym cholery.

Organizacja i wdrożenie badań diagnostycznych dotyczących cholery w laboratoriach powinny być przeprowadzane zgodnie z wymaganiami dotyczącymi:

- bezpieczeństwo pracy z mikroorganizmami grupy III-IV patogenność - dla laboratoriów bakteriologicznych instytucji wykonujących państwowy nadzór sanitarny i epidemiologiczny oraz placówek medycznych;

- bezpieczeństwo pracy z mikroorganizmami grup patogennych I-II - dla laboratoriów (oddziałów) szczególnie niebezpiecznych infekcji ośrodków higieny i epidemiologii Rospotrebnadzoru, wydziałów i instytucji przeciw pladze;

- kolejność rejestracji, przechowywania, przekazywania i transportu mikroorganizmów grupy IV chorobotwórczości.

Procedurę uzyskiwania przez laboratoria pozwoleń na badania diagnostyczne cholery określają aktualne dokumenty regulacyjne dotyczące procedury wydawania zezwoleń na tego typu prace.

W warunkach komplikacji sytuacji epidemiologicznej, czasowe zezwolenie na prowadzenie badań diagnostycznych cholery w laboratoriach bakteriologicznych instytucji wdrażających państwowy nadzór sanitarny i epidemiologiczny, a także innych działających w ramach służby laboratoryjnej ogniska, w przypadku rozszerzenia ich obowiązków funkcjonalnych, jest decyzją personelu medycznego epidemii.

4.1. W realizacji nadzoru epidemiologicznego

4.1.1. Laboratoria bakteriologiczne instytucji wykonujących państwowy nadzór sanitarny i epidemiologiczny oraz placówki medyczne i profilaktyczne prowadzą rutynowe badania diagnostyczne cholery materiału od pacjentów z ostrymi infekcjami jelitowymi, pewną grupę zdrowych osób i próbek z obiektów środowiskowych w ilości określonej przez obowiązujące przepisy dotyczące nadzoru epidemiologicznego cholera.

Badania przeprowadza się przed ustaleniem negatywnego wyniku analizy lub przed wyizolowaniem hodowli o charakterystycznym dla wibrioidów wzroście na pożywkach agarowych i poliwęglanowych oraz pozytywnej reakcji na oksydazę. Hodowle są sprawdzane pod kątem czystości w rozmazie, barwieniu metodą Grama, pod kątem mobilności i reakcji aglutynacji na szkle (zwanej dalej aglutynacją szkiełka) z surowicami cholery O1, Ogawa, Inaba, PO i O139.

Z wynikiem pozytywnym aglutynacja szkiełkowa jest natychmiast zgłaszana do władz Rospotrebnadzor w dziedzinie Federacji Rosyjskiej, kultura do ostatecznej identyfikacji jest natychmiast transportowana do wyspecjalizowanego laboratorium w przepisany sposób.

Jeśli jest ujemny, aglutynacja szkiełkowa

- Nieglutynujące kultury O1 i O139 cholery w surowicy izolowane od ludzi są wysyłane do dalszej identyfikacji do specjalistycznego laboratorium;

- Nieglutynujące surowice cholery O1 i O139 wyizolowane z obiektów środowiskowych są identyfikowane na miejscu lub, jeśli tak uzgodniono, przekazywane do instytucji Rospotrebnadzor.

- 4.1.2. Laboratoria szczególnie niebezpiecznych zakażeń ośrodków higieny i epidemiologii Rospotrebnadzor i oddziałów:

- przeprowadzić badanie diagnostyczne materiału od chorych i zmarłych z podejrzeniem cholery i próbek z obiektów środowiskowych;

- zidentyfikować kultury wibracyjne izolowane w laboratoriach terytorialnych i departamentalnych, określając ich tożsamość taksonomiczną, a także określić znaczenie epidemii (toksyczność) i wrażliwość na antybiotyki serogrupy cholerae O1 i O139 zgodnie z testami zaleconymi dla tych laboratoriów;

- przeprowadzać (lub organizować) bakteriologiczną kontrolę jakości pożywek i innych produktów diagnostycznych stosowanych w laboratoriach terytorialnych;

- dostarczają informacji operacyjnych dotyczących izolacji serogrupy cholery vibrio O1 i O139;

- w zalecany sposób hodowane kultury vibrio kulturowe są natychmiast przenoszone do terytorialnej instytucji przeciw pladze, której taksonomiczna lub toksykogeniczność nie jest określona przez dostępne narzędzia diagnostyczne;

- w ciągu 5 dni po zakończeniu identyfikacji, anty plaga instytut badawczy kierujący wszystkimi kulturami wibracji cholery O1, O139, bez względu na przedmiot badania, i inne serogrupy są przenoszone do terytorialnej instytucji przeciw pladze lub szefa problemu Cholery Rostów nad Donem; ;

- kontrolować działalność laboratoriów terytorialnych, zapewniać im pomoc metodologiczną we wszystkich kwestiach wsparcia laboratoryjnego dla nadzoru epidemiologicznego cholery.

4.1.3. Anti-Plague Laboratories:

- prowadzić badania materiałów od chorych i zmarłych z podejrzeniem cholery, a także próbek z obiektów środowiskowych;

- potwierdzić taksonomiczną tożsamość kultur Vibrio cholerae wyizolowanych w nadzorowanym obszarze;

- zidentyfikować wszystkie atypowe kultury Vibrio cholerae przy użyciu dodatkowych metod identyfikacji serologicznej, biochemicznej i innych typów w celu wyjaśnienia tożsamości taksonomicznej;

- określić znaczenie epidemii (toksyczność) i wrażliwość kultur na antybiotyki;

- zapewnić wskazówki metodologiczne we wszystkich kwestiach wsparcia laboratoryjnego dla nadzoru epidemiologicznego cholery w nadzorowanym obszarze;

- W ustalonym porządku wybrane kultury vibrio cholerae z paszportami są przenoszone do terytorialnego instytutu przeciw pladze, wiodący instytut badawczy zajmujący się zwalczaniem dżumy na problemie Rostowa nad Donem, a jednocześnie paszporty do tych samych kultur są wysyłane do anty-dżumowego centrum Rospotrebnadzoru.

Wsparcie laboratoryjne dla nadzoru nad cholerą jest prowadzone zgodnie z aktualnymi dokumentami regulacyjnymi i metodologicznymi. Badania profilaktyczne dotyczące cholery przeprowadzane są w ciągu dnia pracy za pomocą odpowiednich pożywek, badań diagnostycznych materiału od podejrzanych pacjentów z cholerą (zwłokami) - w warunkach całodobowej pracy laboratoryjnej.

4.2. Podczas prowadzenia działań antyepidemicznych


Organizacja i regulacja laboratoriów, jak również tworzenie usług laboratoryjnych w centrum uwagi cholery, są przeprowadzane zgodnie z aktualnymi dokumentami regulacyjnymi dotyczącymi organizacji i prowadzenia wydarzeń przeciwko cholerze.

5. Badanie bakteriologiczne


W systemie środków przeciw cholery analiza bakteriologiczna zajmuje znaczące miejsce, charakter i zakres środków zapobiegawczych i antyepidemicznych zależy od dokładności i terminowości.

Badania prowadzone w celu:

- identyfikować pacjentów z nosicielami cholery i vibrio;

- ustalenie ostatecznej diagnozy podczas sekcji zwłok osób, które zmarły na chorobę podejrzaną o cholerę;

- uzasadnienie wyboru leczenia etiotropowego cholery;

- kontrola bakteriologiczna skuteczności leczenia pacjentów z cholerą i wibrononozytem;

- kontrola bakteriologiczna obiektów środowiskowych, w tym wód powierzchniowych;

- bakteriologiczna kontrola skuteczności dezynfekcji w centrum infekcji.

5.1. Wybór i dostawa materiałów do badań


Materiałem do analizy bakteriologicznej mogą być odchody, wymioty, żółć, materiał ze zwłok (segmenty jelita cienkiego i pęcherzyka żółciowego); przedmioty skażone odchodami (łóżko i bielizna itp.); woda, muł, hydrobionty, ścieki, zawartość toalet ściekowych; myje z obiektów środowiskowych, produktów spożywczych, much itp.

Materiał od pacjenta jest odbierany przez personel medyczny placówki medycznej, natychmiast po zidentyfikowaniu pacjenta i przed rozpoczęciem leczenia antybiotykami. Kierownik jest odpowiedzialny za właściwy wybór, przechowywanie i terminowe dostarczanie próbek do laboratorium.

Należy wziąć pod uwagę wysoką wrażliwość Vibrio cholerae na środki dezynfekujące i kwasy, możliwość antagonistycznego działania współistniejącej mikroflory i oczekiwane stężenie patogenu w badanym materiale. Jeśli w materiale od pacjentów z algidową postacią cholery stężenie patogenu osiąga 10-10 mc / ml, to w kale pacjentów z łagodną postacią i leczonych antybiotykami, rekonwalescentami i nosicielami, liczba wibracji cholery zwykle nie przekracza 10 -10 mc / g.

Do pobierania próbek należy używać czystych sterylnych naczyń, które nie zawierają śladów roztworów dezynfekujących. Sterylizacja naczyń i innych środków zbierania materiału odbywa się przez autoklawowanie, ogrzewanie na sucho lub gotowanie w 2% roztworze sody oczyszczonej.

Materiał do badania musi zostać dostarczony nie później niż 2 godziny po jego schwytaniu. W przypadku wydłużenia czasu dostawy wykorzystanie środka transportu. Najwygodniejszym i wystarczająco skutecznym jest 1% woda peptonowa (pH 8,4 ± 0,1).

Telluryn potasu w ilości 1: 100000-1: 200000 lub detergent Progress w stężeniu 0,1-0,2% można dodać do wody peptonowej jako inhibitor współistniejącej flory. W niektórych przypadkach do transportu materiału można użyć konserwantów soli (patrz sekcja 7).

Na butelkach (probówkach) z wodą peptonową, przeniesionych do szpitali w celu pobrania próbek, powinna być etykieta lub napis wskazujący nazwę podłoża i datę jego przygotowania.

Zaleca się przechowywanie pożywki w fiolkach lub probówkach zamkniętych zatyczkami z gazy bawełnianej przez nie więcej niż 2 dni w temperaturze nie wyższej niż (10,0 ± 0,2) ° С, pod warunkiem że pozostają sterylne. Wskazane jest zaopatrywanie szpitali i grup pobierania próbek w media w zwiniętych fiolkach.

Jeśli pacjent ma biegunkę, materiał jest pobierany przed rozpoczęciem leczenia etiotropowego w ilości 10-20 ml, u pacjentów z łagodnymi postaciami - 1-2 g kału. Od pacjentów z ciężką postacią materiał jest wysyłany do laboratorium w natywnej i 1% wodzie peptonowej. 1-2 ml lub 1-2 g materiału na 5-6 ml podłoża wprowadza się do podłoża transportowego.

Z wymuszonym przedłużeniem czasu dostarczenia materiału do laboratorium (długie pływanie, rejs itp.) Można użyć paska bibuły filtracyjnej (bibuły). Ciekłe odchody impregnują pasek zwykłej grubej bibuły lub innego higroskopijnego materiału i uszczelniają go w plastikowej torbie, aby zapobiec wysychaniu podczas transportu do laboratorium. Na takich pasmach wibracje cholery przetrwają do czterech do pięciu tygodni lub dłużej, o ile pozostaje wilgoć.

Podczas badania materiału przenoszącego wibratory personel medyczny instytucji medycznych i profilaktycznych pobiera materiał, w ognisku powstają specjalne zespoły pobierania próbek, pracujące pod kierunkiem epidemiologów.

Materiał w ilości 1-2 g można dostarczyć do badania natywnego, w 1% wodzie peptonowej lub innym podłożu transportowym.

5.1.1. Metody pobierania próbek od pacjentów z cholerą, nosicielami wibronów i osobami z nimi kontaktującymi, materiał przekrojowy


10-20 ml kału i wymiocin zbiera się w sterylnych naczyniach z jałowymi łyżkami lub szklanymi probówkami z gumową bańką z pojedynczego naczynia, na dnie którego umieszcza się mniejsze naczynie (tacę) wygodne do dezynfekcji przez gotowanie.

Do pobierania materiału od pacjentów z obfitymi wodnistymi stolcami można użyć gumowego cewnika, którego jeden koniec jest włożony do odbytnicy, a drugi jest opuszczany do słoika. Ciekły kał przepływa swobodnie do naczynia lub lekkim masażem ściany brzucha.

Sterylny wacik doodbytniczy z bawełny wchłaniającej wprowadza się do odbytnicy na głębokość 5-6 cm, zbierają zawartość ze ścian jelita i zanurzają je w fiolce lub probówce z 1% wodą peptonową.

Przed pobraniem materiału standardową sterylną pętlę drutu aluminiowego zwilża się sterylnym 0,9% roztworem chlorku sodu i wstrzykuje w odbyt 5-6 cm Pobrany materiał przenosi się do fiolki lub probówki z 1% wodą peptonową.

Żółć przyjmowana z intubacją dwunastnicy w szpitalu. Dwie porcje zbiera się w oddzielnych probówkach: z pęcherzyka żółciowego i przewodów żółciowych (B i C). Materiał jest dostarczany macierzysty.

Od zmarłych z podejrzeniem cholery pobiera się segmenty (około 10 cm długości) górnej, środkowej i dolnej części jelita cienkiego, nacięcie wykonuje się między podwójnymi ligaturami, uprzednio nałożonymi na oba końce zajętego obszaru jelita. Po podwiązaniu przewodu pęcherzyk żółciowy zostaje całkowicie usunięty. Zawartość jelita i żółci ze zwłok można pobrać sterylną strzykawką z grubą igłą w objętości do 10 ml i przenieść do pojemnika z 1% wodą peptonową. Próbki zwłok są pobierane oddzielnie w sterylnych słoikach.

Banki, tuby z materiałem pokrytym wodoodpornymi zatyczkami i papierem pergaminowym, starannie traktowane z zewnątrz szmatką zwilżoną roztworem środka dezynfekującego, unikając wyciekania go do środka. Wszystkie próbki są oznakowane, umieszczone w metalowym pojemniku specjalnie przygotowanym do transportu i przewożone w pojazdach służbowych z osobą towarzyszącą. Formularz referencyjny znajduje się w dodatku 1.

5.1.2. Pobieranie próbek obiektów środowiskowych


Woda (picie, z wód powierzchniowych itp.) Do badania pobierana jest w ilości 1 l na próbkę w dwóch objętościach po 500 ml w sterylnych naczyniach z wodoodpornym korkiem.

Próbki wody pobierane są z kranów po uprzednim wystrzeleniu z palnika alkoholowego, a woda jest odprowadzana przez 10 minut z całkowicie otwartym kranem.

Ścieki domowe są pobierane do badań na dwa sposoby: w objętości 1 litra w dwóch pojemnikach po 500 ml lub z tamponami przygotowanymi z serwet gazowych o wymiarach 10 × 10 cm, złożonych w 10-15 warstwach. Ten ostatni jest zamocowany w miejscu pobierania wody, dzień później umieszczony w sterylnym słoiku i dostarczony do laboratorium.

Hydrobionty (ryby, żaby itp.) Są w jakikolwiek sposób chwytane ze zbiorników, a w zamkniętych brzegach, wiadrach i innych naczyniach są dostarczane do laboratorium.

Ił i fitoplankton (glony) są również umieszczane w sterylnych słoikach i transportowane do laboratorium.

Zooplankton (dafnia, cyklop itp.) Można badać metodą grupową, łącząc 10–30 osobników złowionych w jednej części zbiornika w jedną uprawę. W tym przypadku mogą być dostarczone w jednym statku. W badaniu ryb biorą zawartość żołądka i skrzeli.

Wymazy z różnych przedmiotów środowiskowych są pobierane za pomocą bawełnianej lub gazowanej podkładki zwilżonej 0,9% roztworem chlorku sodu z powierzchni 10 x 10 cm. Wacik zanurza się w fiolce lub probówce z 1% wodą peptonową.

Do zbierania much umieszcza się muchołówki, w których wylewa się 1% wody peptonowej z 1% cukru.

Pozostałości pożywienia w ognisku i, zgodnie ze wskazaniami, produkty spożywcze pobierają 200 g gęstego i 0,5 l płynu, umieszczonego w szklanym naczyniu i zamkniętego. Jeśli to konieczne, podstawowy pepton jest dodawany do płynnych produktów do 1% stężenia.

Próbki obiektów środowiskowych są oznakowane, wypełnione odesłaniem (Załącznik 2) i wysłane do laboratorium z ekspresowym kurierem zgodnie z obecnym wspólnym przedsięwzięciem.

Listę pozycji zawartych w stylu pobierania próbek można znaleźć w dodatku 3, 4.

5.2. Zamówienie na naukę


Badanie bakteriologiczne cholery wykorzystuje różne pożywki: płyny wzbogacające, agar alkaliczny, planowe media diagnostyczne różnicowe oraz zestaw nośników identyfikacyjnych.

Stosowane są suche środowiska produkcyjne, posiadające stanowe numery rejestracyjne i licencje, lub środki konserwujące przygotowane zgodnie z formulacją i technologią opisaną w sekcji 7. Pożywki stosowane do diagnostyki cholery podlegają kontroli bakteriologicznej w przepisany sposób.

Podłoża agarowe muszą być dokładnie wysuszone przed użyciem. Wysiew odbywa się w celu uzyskania wzrostu w postaci izolowanych kolonii. Wszystkie uprawy inkubowano w (37,0 ± 0,5) ° C.

Uprawy badanego materiału na wszystkich etapach uprawia się w 1% wodzie peptonowej przez 6-8 godzin, w wodzie peptonowej z tellurynem potasowym - 12-18 godzin, na agarze alkalicznym - co najmniej 14-16 godzin, a na gęstym podłożu do wyboru - 18 24 h. Telluryt potasu należy dodać do 1% wody peptonowej o pH nie niższym niż 8,3 ± 0,1, przed wprowadzeniem badanego materiału. Czas przechowywania roztworu roboczego telluru potasu (1: 1000) wynosi 7 dni, a pożywka zawierająca telluryn potasu nie przekracza 2 dni, pod warunkiem, że są przechowywane w lodówce.

5.2.1. Badanie próbek od pacjentów i nosicieli vibrio, materiał przekroju (ryc. 1)

Rys.1. Schemat badań laboratoryjnych dotyczących cholery

Rys.1. Schemat badań laboratoryjnych dotyczących cholery

Kał, wymioty pacjentów, a także zawartość jelita, pęcherzyka żółciowego i zawiesiny błony śluzowej jelita cienkiego w objętości 0,5-1,0 ml wstrzykuje się pipetą do 50-100 ml podłoża do przechowywania, zapętla na agarze alkalicznym i jednym z ośrodków do wyboru (SADH, TCBS).

W badaniu materiału od pacjentów z podejrzeniem choroby cholery nie można stosować 1% wody peptonowej z telluranem potasu jako nośnika.

W przypadku przyjmowania materiału od pacjentów z podejrzeniem cholery można zastosować przyspieszone metody badawcze: immunoluminescencyjne, immobilizacyjne i PCR ze specyficznymi starterami (patrz sekcja 6) na pierwszym, drugim i kolejnym etapie badania.

Materiał z podejrzanych nośników wibracyjnych inokuluje się w 50 ml podłoża akumulacyjnego w indywidualnych testach i w 100 ml w testach grupowych, łącząc próbki nie większe niż 5 osób w jednej butelce 0,5-1,0 ml. Uprawy grupowe są stosowane w rzadkich przypadkach podczas przeprowadzania pomiarów masy przy przenoszeniu wibracji.

Materiał dostarczony w 5 ml 1% wody peptonowej jest w pełni wykorzystywany do wysiewu w 50 ml nośnika. W przypadku przyjęcia do laboratorium materiału zebranego w 50 ml 1% wody peptonowej we fiolce i dostarczenia go nie później niż 2 godziny po pobraniu próbki, fiolkę umieszcza się w termostacie na 6 godzin w celu zgromadzenia patogenu. Po dostarczeniu materiału w późniejszym terminie 5 ml wysiewa się w 50 ml 1% wody peptonowej.

W niektórych przypadkach badanie bakteriologiczne materiału od osób przyjmujących antybiotyki aktywne przeciwko patogenowi cholery wysiewa się w 200-300 ml 1% wody peptonowej (najlepiej w kolbach z szerokimi ustami) i 2 szklankami agaru alkalicznego, aby uzyskać wzrost w postaci izolowanych kolonii. Rośliny inkubuje się w temperaturze 37 ° C przez 24 godziny, wytwarzając sekwencyjny wysiew po 8-10 godzinach inkubacji z warstwy powierzchniowej podłoża na płytkach agaru alkalicznego. Zastosowanie drugiego medium wzbogacającego w tej opcji badawczej nie jest właściwe.

Etap II (po 6-8 godzinach od rozpoczęcia badania)

Z pierwszej pożywki akumulacyjnej przeprowadza się zaszczepianie na agarze alkalicznym i jednej z pożywek do wyboru i w 5-8 ml drugiego podłoża akumulacyjnego. Subkultury w płynne i gęste media tworzą dużą pętlę bakteriologiczną o średnicy 5 mm od powierzchni ciekłego medium.

Jeśli wyniki badania materiału rodzimego są ujemne przy zastosowaniu metod przyspieszonych, powtarza się je po 6 godzinach inkubacji pierwszego podłoża akumulacyjnego.

Etap III (12-16 godzin od rozpoczęcia badania)

Siew z drugiego podłoża akumulacyjnego na agarze alkalicznym.

Jeśli konieczne jest przyspieszenie przebiegu analizy materiału od pacjenta podejrzanego o chorobę cholery, wybór kolonii z agaru alkalicznego wysianego na początku badania można rozpocząć już na tym etapie, w innych przypadkach - w następnym.

Etap IV (po 18-24 godzinach od rozpoczęcia badania)

Wybór kolonii podejrzanych o Vibrio cholerae w uprawach na gęstym podłożu materiału rodzimego, a także w siewie z pierwszego i drugiego nośnika.

a) Potrawy są skanowane w świetle przechodzącym gołym okiem lub za pomocą szkła powiększającego, a także (zwłaszcza wieczorem i w nocy) pod mikroskopem stereoskopowym w świetle ukośnym i wybranych koloniach podejrzanych o wibrację w celu wyizolowania i identyfikacji kultury.

Na agarze alkalicznym kolonie serogrupy cholera vibrio O1 i O139 w typowym kształcie litery S są okrągłe, gładkie, płaskie, niebieskawe, jednorodne, o gładkich krawędziach, przezroczyste w świetle przechodzącym i jasnoszarym z niebieskim lub zielonkawym odcieniem pod mikroskopem stereoskopowym w świetle przechodzącym ukośnie (app.5).

Kolonie Vibrio cholerae w selektywnych środowiskach TCBS i SADH mają jasny żółty kolor na zielonym lub niebieskim podłożu tła, półprzezroczyste. Rozmiary kolonii na agarze alkalicznym po 10-12 godzinach inkubacji zwykle nie przekraczają 1 mm, a po 18-24 godzinach osiągają 2-3 mm średnicy. Tempo tworzenia kolonii w Vibrio cholerae na planowanych podłożach jest nieco spowolnione, więc obserwację plonów na SADH lub TCBS należy przeprowadzić nie wcześniej niż po 18-20 h inkubacji, kiedy ich rozmiary zbliżają się do kolonii rosnących na agarze alkalicznym.

W niektórych przypadkach nietypowe kolonie można znaleźć również w uprawach: błotniste o gęstym środku, pigmentowane (brązowe lub jasnożółte), najmniejsze przypominające kędzierzawe, szorstkie. Należy pamiętać, że skład i jakość pożywek wpływa na wielkość i gęstość kolonii wibronów cholery, a także na morfologię komórek.

b) Wybierając kolonie, można użyć próbki oksydazy indofenolowej z odczynnikiem jednoskładnikowym (bez alfa-naftolu) z papierem wskaźnikowym z zestawu SIB-1 w celu identyfikacji wibracji lub - System testu OXI. W przypadku kolonii znalezionych w ośrodkach planowych próbki oksydazy nie są zalecane.

c) Podejrzane kolonie są sprawdzane w aglutynacji preparatów z cholerą surowicy O1 w rozcieńczeniu 1: 50-1: 100. Przy pozytywnej reakcji i wystarczającej liczbie podejrzanych kolonii, aglutynacja preparatów z surowicami Inaba i Ogawa specyficznymi dla wariantu jest przeprowadzana w tym samym rozcieńczeniu, rozmazy przygotowuje się do barwienia metodą Grama i leczenia fluorescencyjnymi immunoglobulinami. Z negatywnymi wynikami, kolonie znalezione w plonach materiału od pacjentów są sprawdzane w aglutynacji szkiełek z surowicą cholery O139.

Pozytywna przybliżona reakcja aglutynacji z surowicą cholery O1 w rozcieńczeniu 1: 100 i specyficzna dla wariantu w rozcieńczeniu 1:50 lub pozytywna reakcja z fluorescencyjnymi immunoglobulinami w połączeniu z cechami morfologicznymi, kulturowymi i specyficzną immobilizacją pozwalają nam na odpowiednim etapie uzyskać wstępną odpowiedź na temat wykrywania wibracji cholery w badanym materiale O1, aw przypadku dodatniej reakcji z surowicą O139, serogrupa O139 cholery vibera.

d) Kolonie podejrzane o wibratory, aglutynują i nie aglutynują z surowicą cholery O1 i O139, są przesiewane na jednym z ośrodków poliwęglanowych (laktoza-sacharoza, Ressel, Kligler, mannoza-sacharoza itp.) i (lub) na alkalicznej płytce agarowej w celu rozładowania czysta kultura, jej identyfikacja i określenie wrażliwości na antybiotyki.

Etap V (po 24-36 godzinach od rozpoczęcia badania)

Wybór kultur do identyfikacji

Kultury z typowymi dla wibracji wzorcami wzrostu i zmianami wybiera się na podłożach poliwęglanowych:

- na podłożach dwu-węglowodanowych (laktoza-sacharoza, glukoza-laktoza i Kligler) obserwuje się zmianę barwy kolumny charakterystyczną dla reakcji kwasowej, utrzymując kolor skośnej części bez tworzenia gazu, jak również siarkowodoru, wytwarzanego w podłożu Kliglera przez oddzielne szczepy z powodu rozszczepienia składników zawierających siarkę;

- w pożywce mannozowo-sacharozowej, z powodu fermentacji obu węglowodanów, zarówno kolumna, jak i część skośna są pomalowane, aw niektórych przypadkach uwięzione jest tworzenie siarkowodoru.

Hodowle hodowane na agarze alkalicznym bada się na obecność oksydazy indofenolowej.

Określ morfologię mikroorganizmów i czystość wybranych hodowli hodowanych w alkalicznych środowiskach agarowych i poliwęglanowych, używając rozmazów barwionych metodą Grama.

Hodowle, które dają charakterystyczne zmiany w pożywkach poliwęglanowych i są dodatnie w teście oksydazy, bada się w orientacyjnej aglutynacji preparatów z surowicami cholery O1 w rozcieńczeniu 1: 100, RO, Inaba i Ogawa w rozcieńczeniu 1:50. Po uzyskaniu wyników ujemnych w przypadku tych surowic należy zastosować aglutynację szkiełkową serogrupą O139 cholery, stosując ją zgodnie z instrukcją użycia.

Na podstawie pozytywnych wyników aglutynacji surowicami O1, Inaba i / lub Ogawa, udzielana jest wstępna pozytywna odpowiedź na temat doboru odpowiedniego serowaru z badanego materiału kultury cholera vibrio O1.

Jeśli wybrana hodowla reaguje z surowicą cholery O139 z wynikiem ujemnym z serogrupą O1 w surowicy, należy udzielić odpowiedzi na temat wyboru serogrupy O139 cholery vibera.

Przeprowadzić serogrupy aglutynujące i nie aglutynujące serogrup O1, PO lub O139 hodowli oksydazododatnich izolowanych na podłożu polikarboksylanowym lub na agarze alkalicznym, stosując zredukowany lub kompletny wzór, nie aglutynowany surowicą cholery O1, PO i O139 - w celu zidentyfikowania głównych cech ogólnych.

Etap VI (36-48 godzin po rozpoczęciu badania)

Wyniki identyfikacji są brane pod uwagę i ostateczna odpowiedź jest podana przy wyborze kultury vibrio odpowiedniej serogrupy i biowaru.

W przypadku wibracji cholery O1 znaczenie epidemii szacuje się z grubsza za pomocą testów aktywności hemolitycznej i wrażliwości na fagi Eltor oraz, w wyspecjalizowanych instytucjach, ostatecznie na podstawie wyników PCR lub sondowania genetycznego na obecność wybranego genu ctx AB (A) w genomie, jak również toksyczności w modelu królika - frajerzy Epidemiologiczne znaczenie serogrupy cholery vibrio O139 określa się za pomocą tych samych testów, z wyjątkiem wrażliwości na fagi Eltor i. Pod koniec tego etapu badania należy określić wrażliwość antybiotykową wyizolowanej kultury.

Izolując kulturę vibrio od pacjenta lub nośnika vibrio, który nie aglutynuje z surowicami cholery O1 i O139, dają odpowiedź na temat wyboru wibracji cholery nie O1, a nie O139. W obecności wibronicznych aglutynacyjnych surowic diagnostycznych określa się ich przynależność do innych grup serologicznych (O2-O83).

Informacje na temat identyfikacji aglutynowanych kultur surowicy RO, patrz punkt 5.3.

5.2.2. Badanie obiektów środowiskowych


Schemat analizy obiektów środowiskowych różni się od schematu badań materiału od pacjentów tylko w etapie I, etapy II-VI opisano powyżej.

a) Woda powierzchniowa i woda rurociągowa

W zależności od czasu dostawy próbki możliwe są następujące rodzaje upraw dla pierwotnej akumulacji wibracji:

- do wody testowej dodać roztwór peptonu zasadowego do stężenia 1%, określić pH, w razie potrzeby, zalkalizować 10% roztworem wodorotlenku sodu do pH 8,4 ± 0,1. Czas inkubacji w pierwszym podłożu akumulacyjnym wynosi 8-10 godzin Objętość drugiego podłoża akumulacyjnego wynosi 10 ml; czas inkubacji w pożywce bez tellurynu potasu - 6 godzin, a przy tellurycie potasu - 18-20 godzin;

- do badanej wody dodaje się roztwór peptonu zasadowego do stężenia 1% i telluru potasowego z roboczego rozcieńczenia 1: 1000 do stężenia 1: 100 000 lub 1: 200 000 zgodnie z danymi testowymi. PH doprowadza się do 8,4 ± 0,1. Czas inkubacji 18-24 h; drugim medium akumulacyjnym jest 10 ml pożywki bez tellurynu potasu, czas inkubacji wynosi 6-8 godzin;

- Próbki wody można również badać przy użyciu detergentu Progress w stężeniu 0,1-0,2% jako inhibitor obcej flory; po dodaniu zasadowego roztworu peptonu do stężenia 1% i ustaleniu reakcji alkalicznej, próbki utrzymuje się w temperaturze pokojowej (nie wyższej niż 25 ° C) do rana (pierwsze medium akumulacyjne). Na początku następnego dnia 5 ml warstwy powierzchniowej wysiewa się w 100 ml 1% wody peptonowej (druga pożywka akumulacyjna) i wysiewa na agarze alkalicznym; wysiew z drugiej pożywki akumulacyjnej wykonuje się po 6-8 godzinach inkubacji;

- woda jest filtrowana przez N2 lub 3 filtry membranowe, z których popłuczyny są wysiewane do ośrodka magazynującego i na płytki agarowe. Wymazy z filtra mogą być użyte do wymazów do barwienia fluorescencyjnymi immunoglobulinami cholery, jak również do wytworzenia RNAA, PCR ze specyficznymi starterami.

Przy intensywnym skażeniu bakteryjnym próbek można użyć III medium akumulacyjnego.

b) Ścieki domowe

Ścieki dostarczane w objętości 1 litra są filtrowane przez papier lub filtr tkaninowy w celu uwolnienia od zanieczyszczeń mechanicznych (w razie potrzeby).

Po dodaniu podstawowego roztworu peptonu do próbek, pH doprowadza się do 8,4 ± 0,1 do 1% stężenia i inkubuje w objętościach 500 ml przez 8-10 godzin (1 podłoże akumulacyjne) lub z dodatkiem telluranu potasu 1: 100 000 (1: 200 000 ) - 18-24 godz.

Podczas zbierania ścieków gazikami z gazy, te ostatnie umieszcza się w kolbach lub słoikach z szeroką szyjką z nośnikiem (500 ml), a następnie bada się w sposób opisany powyżej.

Bezpośrednio przed badaniem, żaba jest unieruchomiona przez igłę wepchniętą do rdzenia kręgowego i przymocowaną do deski sekcyjnej, brzuchem do góry. Powierzchnię brzucha leczy się alkoholem, a nacięcie przyśrodkowe wykonuje się nożyczkami. Woreczek żółciowy jest odcięty od wątroby, pocięty i odciskany na talerzu agaru alkalicznego. Pozostałości żółci wraz z woreczkiem żółciowym umieszcza się w fiolkach z 50-100 ml 1% wody peptonowej. Zawartość żołądka wysiewa się w 1% wodzie peptonowej, a wewnętrzną powierzchnię ściany tworzy się na płytkach agarowych. Wysiew jelita odbywa się w ten sam sposób, odcinając kilka pętli w górnej, środkowej i dolnej części jelita.

W dużych rybach w ten sam sposób wysiewane są woreczek żółciowy, żołądek, jelita i skrzela. Małe ryby (narybek) zgniecione nożyczkami na 10-20 kopii. w jednej próbce i wysiać zawiesinę w pętli na płytce agarowej i w 1% wodzie peptonowej.

Rozwielitki, cyklop i inne skorupiaki, jak również fitoplankton, są mielone w moździerzu i wysiewane w 1% wodzie peptonowej.

W raku badane są jelita i skrzela, dzięki czemu wysiew zawartości na podłoże akumulacyjne i śluzową ściankę odciśnięto na podłożu agarowym.

d) Produkty spożywcze

Napoje bezalkoholowe są badane tą samą metodą co woda.

Mleko w ilości 5 ml wysiewa się w 50-100 ml podłoża akumulacyjnego lub zasadowy roztwór peptonu dodaje się do 0,5 l mleka do stężenia 1% w mleku. Inne produkty mleczne (kefir, śmietana, twaróg, lody itp.) W ilości 5-10 ml wysiewa się w 1% wodzie peptonowej.

Z pokarmów stałych należy zważyć 25 g, zmielić w sterylnym moździerzu z 2-3 g piasku kwarcowego i solą fizjologiczną, a następnie przenieść do 125 ml podłoża do przechowywania i zapętlić na podłożu agarowym.

Olej jest wysiewany w ciekłym medium akumulacyjnym w ilości 5-10 g, po zmiękczeniu go w termostacie lub wysiewany z powierzchni jego kawałków.

Po wysianiu produkt ustala pH 8,4 ± 0,1.

e) Wymazy z obiektów środowiskowych i much są wysiewane w 1% wodzie peptonowej i badane w zwykły sposób.

5.2.3. Kolejność badań w jednoczynnikowej pracy laboratoryjnej


Prowadząc nadzór nad cholerą, badanie materiału z badanych kontyngentów można przeprowadzić w następujących wariantach.

a) Jako 1 lub 2 medium akumulacyjne, 1% wody peptonowej (pH 8,4 ± 0,1) z tellurynem potasu w końcowym stężeniu 1: 100000-1: 200000 stosuje się zgodnie z wynikami jego kontroli.

Pytanie o wybór medium transportowego i kolejność badań są podejmowane w zależności od różnicy czasu od momentu pobrania próbki do jej odbioru w laboratorium. Przykładowy schemat zbierania materiału od pacjentów w 1% wodzie peptonowej i procedura dalszych badań nad cholerą, z uwzględnieniem różnych czasów dostawy do laboratorium, przedstawiono w tabeli 1. Podczas tygodnia roboczego do pobierania próbek należy użyć 1% wody peptonowej bez telluru w potasie w objętości 5-10 ml, w fiolkach lub probówkach (podłoże transportowe).


Kolejność badania materiału, w zależności od czasu selekcji i dostarczenia do laboratorium w 1% PV

http://docs.cntd.ru/document/1200059377
Up